1.凝膠的預處理

交聯葡聚糖凝膠的市售商品多為干燥顆粒，使用前必須充分溶脹。方法是將欲使用的干凝膠緩慢地傾倒入5～10倍的去離子水中，參照相關資料中凝膠溶脹所需時間，進行充分浸泡，然后用傾倒法除去表面懸浮的小顆粒，并減壓抽氣排除凝膠懸液中的氣泡，準備裝柱。在許多情況下，也可采用加熱煮沸方法進行凝膠溶脹，此法不僅能加快溶脹速率，而且能除去凝膠中污染的細菌，同時排除氣泡。

2.裝柱

層析柱的選擇一般根據分離樣品的種類和樣品的數量而定。純化蛋白質時，柱床體積應為樣品體積的25～100倍。去除鹽及游離熒光素約為樣品體積的4～10倍。柱太短，影響分離效果。柱長一些，分離效果好，但柱太長，則延長分離時間，樣品也稀釋過度。層析柱的內徑也要選擇適當。內徑過細，會發生“器壁效應”，即靠近管壁的流速要大于中心的流速影響分離效果。所以層析柱的內徑和高度應有一定的比例。對于除鹽來說應為1︰5～1︰25；對于純化蛋白質來說應為1︰20～1︰100。

凝膠柱的裝填方法和要求，基本上與離子交換柱的制備相同。一根理想的凝膠柱要求柱中的填料(凝膠)密度均勻一致，沒有空隙和氣泡。通常新裝的凝膠柱用適當的緩沖溶液平衡后，將帶色的蘭葡聚糖–2000、細胞色素，或血紅蛋白等物質配制成質量濃度為2g/L的溶液過柱，觀察色帶是否均勻下移，以鑒定新裝柱的技術質量是否合格，否則，必須重新裝填。

3.加樣與洗脫

（1）加樣量：加樣量與測定方法和層析柱大小有關。如果檢測方法靈敏度高或柱床體積小，加樣量可小；否則，加樣量增大。例如利用凝膠層析分離蛋白質時，若采用28Onm波長測定吸光度，對一根2cm×6Ocm的柱來說，加樣量需5mg左右。一般來說，加樣量越少或加樣體積越小(樣品濃度高)，分辨率越高。通常樣品液的加入量應掌握在凝膠床總體積的5％～10％。樣品體積過大，分離效果不好。

對高分辨率的分子篩層析，樣品溶液的體積主要由內水體積(Vi)所決定，故高吸水量凝膠如Sephadex G-200，每mL總床體積可加0.3～0.5mg溶質，使用體積約為0.O2倍總體積；而低吸水量凝膠如Sephadex G–75，每mL總床體積加溶質質量為0.2mg，樣品體積為0.Ol倍總體積。

（2）加樣方法：如同離子交換柱層析一樣，凝膠床經平衡后，吸去上層液體，待平衡液下降至床表面時，關閉流出口，用滴管加入樣品液，打開流出口，使樣品液緩慢滲入凝膠床內。當樣品液面恰與凝膠床表面持平時，小心加入數mL洗脫液沖洗管壁。然后繼續用大量洗脫液洗脫。

（3）洗脫：加完樣品后，將層析床與洗脫液儲瓶、檢測儀、分部收集器及記錄儀相連，根據被分離物質的性質，預先估計好一個適宜的流速，定量地分部收集流出液，每組分一至數mL。各組分可用適當的方法進行定性或定量分析。

凝膠柱層析一般都以單一緩沖溶液或鹽溶液作為洗脫液，有時甚至可用蒸餾水。洗脫時用于流速控制的裝置*的是恒流泵。若無此裝置，可用控制操作壓的辦法進行。樣品體積不宜過多，*為床體積的1％～5%，蕞多不要超過10%。樣品濃度也不宜過大，濃度過大粘度大，分離效果差，一般不超過4%。

洗脫液應與膨脹一致，否則更換溶劑，凝膠體積會發生變化，影響分離效果。洗脫液要有一定的離子強度和pH值。分離血清蛋白常用0.02～0.1Mol/L pH 6.9～8.0的PBS液（0.14Mol/L NaCl）和0.1Mol/L pH8.0Tris-HCl緩沖鹽溶液（0.14Mol/L NaCl）。

凝膠再生和保存

凝膠層析的載體不會與被分離的物質發生任何作用，因此凝膠柱在層析分離后稍加平衡即可進行下一次的分離操作。但使用多次后，由于床體積變小，流動速率降低或雜質污染等原因，使分離效果受到影響。此時對凝膠柱需進行再生處理，其方法是:先用水反復進行逆向沖洗，再用緩沖溶液平衡，即可進行下一次分離。

對使用過的凝膠，若短時間保存，只要反復洗滌除去蛋白質等雜質，加入適量防腐劑即可；若長期保存，則需將凝膠從柱中取出，進行洗滌、脫水和干燥等處理后，裝瓶保存。